Criar um Site Grátis Fantástico
Potencial Antitumoral das Estatinas
Potencial Antitumoral das Estatinas

A compreensão das interações que ocorrem no microambiente tumoral permitiu uma nova abordagem terapêutica, elegendo alvos ligados à sobrevivência e resistência das células tumorais. A talidomida e, mais recentemente, a lenalidomida, são exemplos de fármacos que possuem ações antiangiogênicas e imunomodulatórias, controlando os feedbacks do microambiente tumoral, além de apresentar uma ação citotóxica direta por indução a apoptose. Estes fármacos são hoje aprovados para o tratamento de pacientes com Mieloma Múltiplo (MM) refratário às terapias convencionais, mostrando excelentes resultados na remissão da massa tumoral na faixa de 23-58%. Com esses propósitos, as estatinas, fármacos muito utilizados para o tratamento da hipercolesterolemia, vêm sendo muito exploradas pelos seus efeitos pleiotrópicos, destacando-se os efeitos antiinflamatórios, imunomodulatórios e antitumorais.

Os efeitos antitumorais das estatinas estão relacionados a propriedades anti-proliferativas, indutoras de apoptose e inibidoras da angiogênese, sendo considerados fármacos antineoplásicos promissores. Em modelos in vitro (ex.: mesotelioma maligno, osteossarcoma, melanoma e neoplasias hematológicas, etc) e in vivo (ex.: glioma e neuroblastoma murinho, etc), as estatinas mostraram efeitos citostáticos e citotóxicos dose-dependente. Outros estudos apontam para a diminuição da expressão de moléculas de adesão, angiogênese tumoral e secreção de citocinas, como a IL-6, representando ações imunomodulatórias das estatinas.

As estatinas são inibidores competitivos da enzima 3-hidroxi-3-metil-glutaril-Coenzima A redutase, uma enzima que controla a etapa limitante para a síntese de mevalonato e seus precursores, como os isoprenóides, o dolicol e o colesterol. A depleção destes compostos a nível intracelular pode estar envolvida nos mecanismos de citotoxicidade celular ocasionado pelas estatinas, uma vez que todos os derivados do mevalonato são componentes essenciais para as células.

O colesterol é o principal componente estrutural da membrana plasmática e a sua biossíntese esta relacionada com o processo de desenvolvimento celular. Aparentemente, seu papel como componente estrutural é fundamental no início da fase G1 para a progressão do ciclo celular. O dolicol é um lipídio da membrana do retículo endoplasmático e tem a função de incorporar oligossacarídeos às moléculas protéicas para a síntese de glicoproteínas, além de ter um efeito estimulatório sobre a síntese do DNA e estar ligado a várias proteínas tumorais. Entretanto, estudos apontam que os principais compostos envolvidos nos efeitos antitumorais, imunomodulatórios e antiangiogênicos das estatinas são as moléculas farnesil pirofosfato (FP) e geranilgeranil pirofosfato (GGP). Essas duas moléculas isoprenilam pequenas Guanosina-Trifosfatases (GTPases) envolvidas na transmissão de sinais intracelulares, com destaque para duas famílias de proteínas, a Ras (FP) e Rho (GGP). A isoprenilação ocorre por ação de transferases que ligam covalentemente os isoprenóides às proteínas, permitindo a fixação destas na membrana plasmática. As GTPases ancoradas à membrana plasmática pelos isoprenóides controlam a transdução de sinais intracelulares de vários receptores de membrana (ex.: receptores tirosinoquinases) que modificam a expressão de genes, controlando a proliferação, diferenciação e apoptose.

Mutações em proto-oncogenes responsáveis pela expressão das proteínas Ras e Rho são encontradas em vários tipos de cânceres, inclusive no MM, onde a expressão do oncogene para a proteína Ras é encontrada em cerca de 40% dos casos. Estas mutações resultam em uma proteína Ras resistente a hidrólise tornando-a constitucionalmente ativada, resultando em proliferação celular e no aumento da sobrevivência das células tumorais. As estatinas diminuem os substratos necessários para ancorar esta proteína à membrana plasmática, impedindo que estas proteínas, mesmo constitucionalmente ativadas, tornem-se funcionais. Acredita-se que este mecanismo implica em uma série de alterações na sinalização intracelular, resultando na alteração do ciclo celular, na inibição da proliferação e na indução à apoptose nas células tumorais, além de inibir rotas bioquímicas relacionadas à secreção de citocinas pró-inflamatórias. Embasamento para este mecanismo foi experimentalmente demonstrado por Jakobisiak et al e Rubins et al, os quais observaram a redução desta proteína ligada a membrana plasmática e um acúmulo no citoplasma da proteína Ras em células de carcinoma de bexiga (T24) e em células de mesotelioma maligno, respectivamente.

Vários trabalhos especulam a atividade pró-apoptótica das estatinas ocasionada pela super-expressão de proteínas pró-apoptoticas (ex.: Bax e Bim), juntamente com uma redução de proteínas anti-apoptóticas (ex.: Bcl-2 e Mcl-1), como demonstrado em células de glioblastoma por Jiang et al. Niels et al, demonstrou que a inibição da geranilgeranilação de proteínas induzem à apoptose por redução de Mcl-1 em células de mieloma tratadas com lovastatina. Caffotio et al, demonstrou a ativação de caspases em linfoblastos e em células de mieloma tratados com estatinas. Interessantemente, células normais apresentam uma certa resistência a estes efeitos e alguns tipos tumorais são mais susceptíveis.

A parada nas fases G0/G1 do ciclo celular em células tratadas com estatinas já foi demonstrada em vários experimentos com células tumorais e não tumorais, em que fortes evidências apontam para a via do mevalonato como foco de ação das estatinas. Em um experimento realizado por Huneeusl e colaboradores foi evidenciada a importância do mevalonato sobre o ciclo celular. Neste trabalho o mevalonato assume duas importantes funções na progressão do ciclo celular: uma no início da fase G1, originando o colesterol estrutural necessário para o desenvolvimento celular; e no final da fase G1 (na passagem para a fase S), na qual a sua função é devida aos seus derivados isoprenóides que provavelmente são necessários para a síntese do DNA. Dessa forma, a inibição da via do mevalonato impede a proliferação do ciclo celular e provoca um bloqueio no ciclo celular das células na fase G1.

Está bem documentado que os derivados do mevalonato (FP e GGP) estão intimamente envolvidos com a progressão do ciclo celular por serem requisitados nas modificações pós-translacionais de proteínas reguladoras. Alguns autores mostraram uma maior dependência ao GGP do que FP para progressão do ciclo celular, como demonstrado Crick e colaboradores que trataram células de glioma (C6) com lovastatina e posteriormente adicionaram farnesol (FOH), geranilgeraniol (GGOH) e mevalonato, avaliando a replicação do DNA (representativo da fase S do ciclo celular) e a proliferação celular. Neste experimento, a proliferação celular e a replicação do DNA foram significativamente baixas com a adição do FOH, ao contrário do observado com a adição de GGOH e mevalonato, mostrando o papel crucial do GGP para a isoprenilação de proteínas e para a progressão das fases G1-S do ciclo celular.

Porém, a dependência do GGP é motivo de controvérsias e parece depender do tipo celular e da proteína superexpressa na célula. Por exemplo, a proteína Rho envolvida na regulação da motilidade celular, encontra-se superexpressa em células de melanoma de grande potencial invasivo, envolvendo preferencialmente o GGP para tornar-se funcional. Já a proteína Ras necessita da FP para a isoprenilação à membrana plasmática, onde se torna funcional. Segundo alguns estudos (Le Gouill et al; Bolick et al), inibidores específicos da farnesil transferase possuem potencial atividade anti-mieloma, inibindo o desenvolvimento do tumor e induzindo à apoptose.

Outras hipóteses para a interrupção do ciclo celular pelas estatinas estão relacionadas à estabilização de quinases inibidoras do ciclo celular (p21 e p27) que se ligam a Quinases Dependente de Ciclina 2 (CDK2). Este processo leva a diminuição da atividade da CDK2 e, consequentemente, a uma parada do ciclo celular em G0/G1, como demonstrado em linhagens celulares de câncer de mama por Rao e colaboradores.

Os efeitos antiangiogênicos estão relacionados à diminuição da secreção do VEGF, provavelmente devido à inibição da farnesilação da proteína Ras, como demonstrado em experimentos com células normais epiteliais e de fibroblastos e também em células de carcinoma colorretal. O VEGF é a principal citocina envolvida nos processos de angiogênese tanto em situações fisiológicas quanto patológicas. O suprimento vascular é essencial para a sobrevivência, proliferação e metástase de células não só de tumores sólidos, como também de neoplasias hematológicas. No MM, esta citocina induz as células do estroma medular e as células endoteliais a secretarem mais IL-6, além de promover angiogênese no microambiente tumoral. O aumento da densidade capilar eleva a proliferação das células malignas, podendo ser considerada um dos maiores determinantes da proliferação tumoral. Interessantemente, as estatinas apresentam um efeito bifásico dose dependente, em que induzem a angiogênese via PI3-Akt kinase com fosforilação de eNOS em concentrações nanomolares, e inibem a angiogênese em concentrações micromolares.

Com reconhecimento da importância do microambiente tumoral na patogênese das neoplasias (ver artigo “Interações entre o microambiente tumoral e o Mieloma Múltiplo”), espera-se que novos fármacos, como as estatinas, atuem não apenas sobre células tumorais, como também modulando as interações com as células adjacentes ao tumor. Estes efeitos poderiam aumentar a sensibilidade a outros agentes terapêuticos e, por consequência, aumentar a eficácia na remissão da doença.

Referências Bibliográficas

  1. Oancea M, Manib A, Husseinb MA et al. Apoptosis of Multiple Myeloma. Int J Hematol 2004; 80(3): 224–231.
  2. Anderson KC. Targeted therapy of multiple myeloma based upon tumor-microenvironmental interactions. Experimental Hematology  2007;35: 155–162.
  3. Gupta D, Treon SP, Shima Y et al. Adherence of multiple myeloma cells to bone marrow stromal cells upregulates vascular endothelial growth factor secretion: therapeutic applications. Leukemia 2001; 15:1950–1961.
  4. Podar K, Mostoslavsky G, Sattler M et al. Critical role for Hck mediated phosphorylation of Gab-1 and Gab-2 docking proteins in IL-6-induced proliferation and survival of MM cells. J Biol Chem 2004; 279: 21658–21665.
  5. Hattori Y, Iguchi T. Thalidomide for the treatment of multiple myeloma. Congenital Anomalies 2004; 44(3), 125–136(12).
  6. Slater EE, MacDonald JS. Mechanism of action and biological profile of HMG CoA reductase inhibitors: a new therapeutic alternative. Drugs 1988; 36(suppl 3): 72–82.
  7. Rubins JB, Greatens T, Kratzke RA et al. Lovastatin Induces Apoptosis in Malignant Mesothelioma Cells. Am J Respir Crit Care Med 1998; 157: 1616–1622.
  8. Shellman YG, Ribble D, Miller L et al. Lovastatin-induced apoptosis in human melanoma cell lines. Melanoma Res 2005; 15(2): 83-89.
  9. Hindler K, Cleeland CS, Rivera E et al. The role of statins in cancer therapy. The Oncologist 2006;11: 306–315.
  10. Kikuchi T, Nagata Y, Abe T. In vitro and in vivo antiproliferative effects of simvastatin, an HMG-CoA reductase inhibitor, on human glioma cells. J Neurooncol 1997; 34(3): 233-239.
  11. Maltese WA, Defendini R, Green RA et al. Suppression of murine neuroblastoma growth in vivo by mevinolin, a competitive inhibitor of 3-hydroxy-3-methylglutaryl-coenzyme A reductase. J Clin Invest 1985; 76(5): 1748-1754.
  12. Gauthaman K, Fong CY, Bongso A. Statins, stem cells, and cancer. Journal of Cellular Biochemistry 2009; 106: 975–983.
  13. Kuehl WM, Bergsagel PL. Multiple myeloma: evolving genetic events and host interactions. Nature Reviews Cancer 2002; 2: 175-187.
  14. Moore GE, Kitamura H. Cell line derived from patient with myeloma. New York State Journal of Medicine 1968; 68(15): 2054-2060.
  15. Klein B, Jourdan M, Vazquez A et al. Production of growth factors by human Myeloma cells. Cancer Research 1987; 47: 4856-4860.
  16. Minowada J, Nonoyama M, Moore GE et al. The Presence of the Epstein-Barr Viral Genome in Human Lymphoblastoid B-Cell Lines and Its Absence in a Myeloma Cell Line1. Cancer Research 1974; 34: 1898-1903.
  17. Freshney RI. Culture of animals cells: a manual of basic technique. 3 ed. New York, Welly-Liss, 1994.
  18. Drucker L, Afensiev F, Radnay J et al. Co-administration of simvastatin and cytotoxic drugs is advantageous in myeloma cell lines. Anticancer Drugs 2004; 15(1): 79-84.
  19. Pereira RMS, Andrades NED, Favero GM et al. Synthesis and characterization of a metal complex containing naringin and Cu, and its antioxidant, antimicrobial, antiinflammatory and tumor cell cytotoxicity. Molecules 2007; 12: 1352-1366.
  20. Huneeusl VQ, Galick HA, Siperstein MD et al. The dual role of mevalonate in the cell cycle. J Biological Chemistry 1983; 258(1): 378-385.
  21. Hoffman R, Benz Jr EJ, Shattil SJ et al. Hematology – Basic Principles and Practice. 4 ed. Pennsylvania, Churchil Livingstone, 2005.
  22. Alvarado Y, Giles FJ. Ras as a therapeutic target in hematologic malignancies. Expert Opin Emerg Drugs. 2007; 12(2): 271-284.
  23. Jakobisiak M, Bruno S, Skierski JS et al. Cell cycle-specific effects of lovastatin. Proc Natl Acad Sci U S A 1991; 88(9): 3628-3632.
  24. Jiang Z, Zheng X, Lytle RA et al. Lovastatin-induced up-regulation of the BH3-only protein, Bim, and cell death in glioblastoma cells. J Neurochem 2004; 89: 168–178.
  25. Donk NWCJ, Kamphuis MMJ, Kessel B et al. Inhibition of protein geranylgeranylation induces apoptosis in myeloma plasma cells by reducing Mcl-1 protein levels. Blood 2003; 102: 3354-3362.
  26. Cafforio P, Dammacco F, Gernone A et al. Statins activate the mitochondrial pathway of apoptosis in human lymphoblasts and myeloma cells. Carcinogenesis 2005; 26: 883–891.
  27. Crick DC, Andres DA, Danesi R et al. Geranylgeraniol overcomes the block of cell proliferation by lovastatin in C6 glioma cells. J Neurochem 1998; 70(6): 2397-2405.
  28. Sanz-Moreno V, Marshall CJ. Rho-GTPase signaling drives melanoma cell plasticity. Cell Cycle 2009; 8(10): 1484-1487.
  29. Collisson EA, Kleer C, Wu M, De et al. Atorvastatin prevents RhoC isoprenylation, invasion, and metastasis in human melanoma cells. Mol Cancer Ther 2003; 10: 941–948.
  30. Le Gouill S, Pellat-Deceunynck C, Harousseau JL et al. Farnesyl transferase inhibitor R115777 induces apoptosis of human myeloma cells. Leukemia 2002; 16(9): 1664-1667.
  31. Bolick SC, Landowski TH, Boulware D et al. The farnesyl transferase inhibitor, FTI-277, inhibits growth and induces apoptosis in drug-resistant myeloma tumor cells. Leukemia 2003; 17(2): 451-457.
  32. Rao S, Lowe M, Herliczek TW et al. Lovastatin mediated G1 arrest in normal and tumor breast cells is through inhibition of CDK2 activity and redistribution of p21 and p27, independent of p53. Oncogene 1998; 17: 2393–2402.
  33. Rak J, Mitsuhashi Y, Sheehan C et al. Oncogenes and tumor angiogenesis: differential modes of vascular endothelial growth factor up-regulation in Ras-transformed epithelial cells and fibroblasts. Cancer Res 2000; 6: 490-498.
  34. Okada F, Rak JW, Croix BS et al. Impact of oncogenes in tumor angiogenesis: mutant K-ras upregulationof vascular endothelial growth factor/vascular permeability factor is necessary, but notsufficient for tumorigenicity of human colorectal carcinoma cells. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 3609-3614.
  35. 35. Alexandrakis MG, Passam FH, Dambaki C et al. The relation between bone marrow angiogenesis and the proliferation index Ki-67 in multiple myeloma. J Clin Pathol 2004; 57: 856–860.
  36. Dulak J, Józkowicz A. Anti-angiogenic and anti-inflammatory effects of statins: relevance to anti-cancer therapy. Curr Cancer Drug Targets 2005; 5(8): 579–594.
  37. Garjani A, Rezazadeh H, Andalib S et al. Ambivalent Effects of Atorvastatin on Angiogenesis, Epidermal Cell Proliferation and Tumorgenesis in Animal Models. Iranian Biomedical Journal. 2012; 16 (2): 59-67.
  38. Kubatka P, Kruzliak P, Rotrekl V et al. Statins in oncological research: From experimental studies to clinical practice. Crit Ver Haematol. 2014.
  39. Pisanti S, Picardi P, Ciaglia E et al. Novel prospects of statins as therapeutics agentes in câncer. Pharmacol Res. 2014; 88: 84-98.
  40. Sandoval-Usme MC, Umana-Pérez A, Guerra B et al. Simvastatin impairs growth hormone-activated signal transducer and activator of transcription (STAT) signaling pathway in UMR-106 osteosarcoma cells. PLos One. 2014; 9(1).
  41. Rentala S, Chintala R, Guda M. Atorvastatin inhibited Rho-associated kinase and focal adhesion kinase mediated adhesion and differentiation of CD133+ CD44+ prostate câncer stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2013; (441(3): 586-92.
  42. Singh S, Singh PP. Statin a day keeps câncer at bay. World J Clin Oncol. 2013; 4(2): 43-46.
  43. Zhu Y, Casey PJ, Kumar AP et al. Deciphering the signaling networks underlying simvastatin-induced apoptosis in human câncer cells: evidence for non-canonical activation of RhoA and Rac1 GTPases. Cell Deaath Dis. 2013; 4: 568.
  44. Falcone D, Gallelli L, Di Virgilio et al. Effects of simvastatin and rosuvastatin on RAS protein, matrix metalloproteinases and NF-kB in lung câncer and in normal pulmonar tissues. Cell Prolif. 2013; 46(2): 172-182.
  45. Mihaila RG. Advances in the management of malignant hemopathies: the role of statins. Recent Pat DNA Gene Seg. 2013; 7(1): 57-61.
  46. Kamigaki M, Sasaki T, Serikawa M et al. Statin induce apoptosis and inhibit proliferation in cholangiocarcinoma cells. Int J Oncol. 2011; 39(3): 561-8.